L’hémobartonellose féline (ou mycoplasmose féline hémotrope) est une maladie infectieuse due à une bactérie du genre Mycoplasma (Mycoplasma haemofelis et Candidatus Mycoplasma haemominutum) qui parasite les globules rouges et pouvant engendrer une anémie hémolytique sévère.
Il est difficile à date de définir précisément le mode de transmission de la la maladie. Toutefois, il se pourrait que les puces et les tiques1 soient des vecteurs de transmission tout comme les morsures2 ou les transfusions de sang3,4. Certains facteurs peuvent augmenter le risque d’infection par Mycoplasma ou aggraver la maladie comme le sexe, l’âge, la présence de morsures, l’infection par un rétrovirus (séropositivité au FeLV ou au FIV), l’absence de pedigree ou l’accès à l’extérieur1,5.
Certains chats atteints d’hémobartonellose peuvent être asymptomatiques ou présenter des signes peu spécifiques (léthargie, anorexie, déshydratation) alors que pour d’autres, la maladie peut induire une hémolyse aiguë pouvant aller jusqu’au décès5.
Les chiens peuvent aussi être touchés par l’hémobartonellose causée principalement par Mycoplasma haemocanis ou Candidatus Mycoplasma haematoparvum. Le mode de transmission est tout aussi incertain que chez le chat.
L’hémobartonellose féline a été détectée dans le monde entier, toutefois sa prévalence varie selon les régions10.
Jusqu’à présent, le potentiel zoonotique des bactéries responsables a été négligé. Toutefois, certaines données suggèrent une possible transmission inter-espèce11,12,13,14,15.
Le diagnostic de certitude peut être établi en effectuant un frottis sanguin et/ou une PCR. Toutefois, l’examen microscopique d’un frottis sanguin peut être difficile à interpréter puisque les bactéries responsables de l’hémobartonellose peuvent facilement être confondues avec d’autres structures (corps de Howell-Joly) ou des artefacts de coloration. D’autres examens tels que les analyses sanguines, analyses urinaires ou bien la sérologie infectieuse peuvent se révéler peu spécifiques mais permettent d’orienter le diagnostic.
La détection directe de la présence de la bactérie dans le sang par amplification de l’ADN reste l’examen de choix6,7,8. Les tests Astéria Hémobart permettent une détection rapide en 30 minutes chez le chat de Mycoplasma haemofelis et Candidatus Mycoplasma haemominutum et chez le chien de Mycoplasma haemocanis et Candidatus Mycoplasma haematoparvum.
Le traitement est indiqué chez les chats symptomatiques et repose sur l’administration d’un antibiotique (tétracyclines et fluoroquinolones notamment)5. À ce jour, il est peu probable que les traitements antibiotiques éliminent complètement la bactérie, les chats infectés peuvent donc rester porteurs asymptomatiques pendant des mois voire des années. Cependant, la réactivation de la maladie clinique semble rare9. En dehors du traitement antibiotique, transfusion, corticoïdes, et différents médicaments adjuvants, peuvent être utilisés selon les symptômes. Le traitement associé à une prévention efficace de l’infestation contre les puces reste nécessaire.
AVANTAGES DES TESTS ENALEES
TECHNOLOGIE
Nos tests utilisent une technologie de PCR isotherme : la technologie LAMP qui détecte directement l’ADN du pathogène.
SENSIBILITÉ
Le kit Astéria Hémobart présente une sensibilité identique à celle de la PCR.
Il permet de détecter les espèces Mycoplasma haemofelis et Candidatus Mycoplasma haemominutum responsables de la maladie chez le chat.
RAPIDITÉ
Les résultats sont obtenus en 30 minutes au chevet du patient.
BIEN-ÊTRE ANIMAL
Le chat peut être traité le jour même, le propriétaire est immédiatement informé de l’état de son animal.
Bibliographie
1 Willi, B., Boretti, F.S., Meli, M.L., Bernasconi, M.V., Casati, S., Hegglin, D., Puorger, M., Neimark, H., Cattori, V., Wengi, N., Reusch, C.E., Lutz, H., Hofmann-Lehmann, R., 2007a. Real-time PCR investigation of potential vectors, reservoirs, and shedding patterns of feline hemotropic mycoplasmas. Appl. Environ. Microbiol. 73, 3798–3802. https://doi.org/10.1128/AEM.02977-06
2 Museux, K., Boretti, F.S., Willi, B., Riond, B., Hoelzle, K., Hoelzle, L.E., Wittenbrink, M.M., Tasker, S., Wengi, N., Reusch, C.E., Lutz, H., Hofmann-Lehmann, R., 2009. In vivo transmission studies of “Candidatus Mycoplasma turicensis” in the domestic cat. Vet. Res. 40, 45. https://doi.org/10.1051/vetres/2009028
3 Gary, A.T., Richmond, H.L., Tasker, S., Hackett, T.B., Lappin, M.R., 2006. Survival of Mycoplasma haemofelis and “Candidatus Mycoplasma haemominutum” in blood of cats used for transfusions. J. Feline Med. Surg. 8, 321–326. https://doi.org/10.1016/j.jfms.2006.04.005
4 Willi, B., Boretti, F.S., Baumgartner, C., Tasker, S., Wenger, B., Cattori, V., Meli, M.L., Reusch, C.E., Lutz, H., Hofmann-Lehmann, R., 2006. Prevalence, risk factor analysis, and follow-up of infections caused by three feline hemoplasma species in cats in Switzerland. J. Clin. Microbiol. 44, 961–969. https://doi.org/10.1128/JCM.44.3.961-969.2006
5 Barker, E.N., 2019. Update on Feline Hemoplasmosis. Vet. Clin. North Am. Small Anim. Pract. 49, 733–743. https://doi.org/10.1016/j.cvsm.2019.02.009
6 Tasker, S., Binns, S.H., Day, M.J., Gruffydd-Jones, T.J., Harbour, D.A., Helps, C.R., Jensen, W.A., Olver, C.S., Lappin, M.R., 2003. Use of a PCR assay to assess the prevalence and risk factors for Mycoplasma haemofelis and “Candidatus Mycoplasma haemominutum” in cats in the United Kingdom. Vet. Rec. 152, 193–198. https://doi.org/10.1136/vr.152.7.193
7 Willi, B., Filoni, C., Catão-Dias, J.L., Cattori, V., Meli, M.L., Vargas, A., Martínez, F., Roelke, M.E., Ryser-Degiorgis, M.-P., Leutenegger, C.M., Lutz, H., Hofmann-Lehmann, R., 2007b. Worldwide occurrence of feline hemoplasma infections in wild felid species. J. Clin. Microbiol. 45, 1159–1166. https://doi.org/10.1128/JCM.02005-06
8 Peters, I.R., Helps, C.R., Willi, B., Hofmann-Lehmann, R., Tasker, S., 2008. The prevalence of three species of feline haemoplasmas in samples submitted to a diagnostics service as determined by three novel real-time duplex PCR assays. Vet. Microbiol. 126, 142–150. https://doi.org/10.1016/j.vetmic.2007.06.017
9 Foley, J.E., Harrus, S., Poland, A., Chomel, B., Pedersen, N.C., 1998. Molecular, clinical, and pathologic comparison of two distinct strains of Haemobartonella felis in domestic cats. Am. J. Vet. Res. 59, 1581–1588.
10 Willi, B., Novacco, M., Meli, M., Wolf-Jäckel, G., Boretti, F., Wengi, N., Lutz, H., Hofmann-Lehmann, R., 2010. Haemotropic mycoplasmas of cats and dogs: transmission, diagnosis, prevalence and importance in Europe. Schweiz. Arch. Tierheilkd. 152, 237–244.
11 Sykes, J.E., Bailiff, N.L., Ball, L.M., Foreman, O., George, J.W., Fry, M.M., 2004. Identification of a novel hemotropic mycoplasma in a splenectomized dog with hemic neoplasia. J. Am. Vet. Med. Assoc. 224, 1946–1951, 1930–1931. https://doi.org/10.2460/javma.2004.224.1946
12 Willi, B., Boretti, F.S., Cattori, V., Tasker, S., Meli, M.L., Reusch, C., Lutz, H., Hofmann-Lehmann, R., 2005. Identification, molecular characterization, and experimental transmission of a new hemoplasma isolate from a cat with hemolytic anemia in Switzerland. J. Clin. Microbiol. 43, 2581–2585. https://doi.org/10.1128/JCM.43.6.2581-2585.2005
13 Zhuang, Q.J., Zhang, H.J., Lin, R.Q., Sun, M.F., Liang, X.J., Qin, X.W., Pu, W.J., Zhu, X.Q., 2009. The occurrence of the feline “Candidatus Mycoplasma haemominutum” in dog in China confirmed by sequence-based analysis of ribosomal DNA. Trop. Anim. Health Prod. 41, 689–692. https://doi.org/10.1007/s11250-008-9242-2
14 Yuan, C.L., Liang, A.B., Yao, C.B., Yang, Z.B., Zhu, J.G., Cui, L., Yu, F., Zhu, N.Y., Yang, X.W., Hua, X.G., 2009. Prevalence of Mycoplasma suis (Eperythrozoon suis) infection in swine and swine-farm workers in Shanghai, China. Am. J. Vet. Res. 70, 890–894. https://doi.org/10.2460/ajvr.70.7.890
15 Dos Santos, A.P., dos Santos, R.P., Biondo, A.W., Dora, J.M., Goldani, L.Z., de Oliveira, S.T., de Sá Guimarães, A.M., Timenetsky, J., de Morais, H.A., González, F.H.D., Messick, J.B., 2008. Hemoplasma infection in HIV-positive patient, Brazil. Emerg. Infect. Dis. 14, 1922–1924. https://doi.org/10.3201/eid1412.080964
